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甲醛輔助分離調控元件(FAIRE)技術
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專家:朱馨蕾

FAIRE 技術指導專家

朱馨蕾 博士

轉導生物實驗室

朱馨蕾博士是FAIRE技術領域權威專家,在利用FAIRE技術分析轉錄因子功能及表觀遺傳學方面有深入見解,對如何提高轉錄因子固定效率、提高結果信噪比、解釋數據等方面有豐富經驗,利用該技術先后在在魚類發(fā)育及寄生蟲學研究方向發(fā)表7篇高水平論文,聚生物特邀朱馨蕾博士指導FAIRE聚透技術板塊的內容編輯。

FAIRE概述

甲醛輔助分離調控元件 (Formaldchyde?Assisted?IsoJation?of?Regulatory?Elements, FAIRE) 是近年來才建立的新技術,最初應用于酵母細胞,后被用于多種細胞,可以和DNase-Seq技術相結合,揭示開放型染色質的特征,是研究DNA?水平調控的優(yōu)選方法.分子生物學研究表明,在個體發(fā)育過程中,用來合成RNA的DNA模板會發(fā)生規(guī)律性變化,從而調控基因表達和生物體的發(fā)育DNA?水平的基因表達調控最重要的途徑就是通過“開放”型活性染色質(activechromation)結構.真核生物的活躍轉錄是在常染色質上進行的.轉錄發(fā)生之前,染色質常常會在特定區(qū)域被解螺旋,變?yōu)樗沙跔顟B(tài)59,形成自由DNA。生物體通過核小體結構的解體或改變,DNA本身局部結構的變化,從右旋型變?yōu)樽笮?Z-DNA)等,使得結構基因暴露,促進轉錄因子與啟動子DNA的結合,從而誘發(fā)基因轉錄。 研究表明,使用?DNase?I處理各種組織細胞的染色質時[2,40,發(fā)現處于活躍狀態(tài)的基因比非活躍狀態(tài)的?DNA?更容易被DNase?I所降解。雞成紅細胞染色質中,B-血紅蛋白基因比卵清蛋白基因更容易被DNase?I切割降解。與此相反,雞輸卵管細胞的染色質中被DNaseI優(yōu)先降解的是卵清蛋白基因,而不是B-血紅蛋白基因,研究發(fā)現,活躍表達基因所在染色質上一般含有一個或者數個DNase?I超敏感位點,它們大多位于基因5’端啟動子區(qū)域,少數在其他位置。有人用專一切割單鏈DNA的SI核酸酶處理該基因活躍表達的染色質DNA,證實有DNA被水解,說明該基因活躍表達時啟動區(qū)部分庁列可能解開成單鏈,從而不能繼續(xù)纏繞在核小體上,使啟動區(qū)DNA?裸露于組蛋白表面,形成了對DNase?I的超敏感現象。上述事實充分說明,超敏感位點的存在可能是染色質結構規(guī)律性變化的結果。正是由于這種變化,使DNA容易與RNA聚合酶和其他轉錄調控因子相結合,從而啟動基囚表達,同時也更易于被核酸酶所降解。
(楊振平編輯;轉導生物完善)

FAIRE技術詳情

FAIRE的發(fā)現十分偶然,是在用ChIP-chip技術構建酵母Set1甲基化轉移酶復合物的組蛋白甲基化分右圖譜的實驗中發(fā)現的。ChIP 實驗中需要對照DNA(INPUT DNA),制備INPUT DNA時,無需對細胞進行甲醛處理和染色質的免疫沉淀,只糯將細胞全基因組DNA用酚氯仿抽提制備即可,而在制備INPUT DNA的實驗中,研究人員因誤操作,將制備INPUT DNA的細胞進行了甲醛交聯,但在制備DNA時未進行反交聯,而直接用酚氯仿抽提法制備基因組DNA,結果發(fā)現所制備的基因組DNA中,桕對于非編碼區(qū) DNA(non-coding region DNA)而官,編碼區(qū)DNA(coding region DNA)得到明顯富集。 這種結果最初被解釋為該酵母細胞編碼區(qū) DNA含有大量的甲基化核小體,后來在缺少H3K4甲基化的突變體酵母紐胞系中也觀察到這種現象(42。對這一現象的進一步研究,使得Nagy和Lieb在2003年首次報道了該實驗方法37,該課題組主要關注染色質組裝,尤其側重于研究核小體的動態(tài)變化。2007年,他們將這種實驗方法正式命名為 FAIRE[36)
(楊振平編輯;轉導生物完善)
FAIRE實驗過程包括:細胞或組織培養(yǎng)、甲醛交聯、細胞裂解、超聲波打斷染色質,然后進行酚氯仿抽提制備水相DNA、檢測水相DNA.在FAIRE酚氯仿抽提過程中,蛋白未交聯的DNA溶于水相,而蛋白結合型DNA留在兩相界面,從而把全基因組DNA分為兩部分(即水相和有機相DNA),然后對水相DNA?進行檢測,常用的檢測方法有熒光定量PCR、DNA微陣列芯片、第二代測序技術等,FAIRE樣品制備及檢測過程如下圖所示.
Figure FAIRE Procedure (A) The FAIRE procedure described in the text is shown on the left, while preparation of the reference or input sample is shown on the right. The DNA recovered from he aqueous phase of each extraction can then be used to identify sites of open chromatin using qPCR, tiling microarrays, or high-throughput sequencing applications. (B) For qPCR, a series of primers, depicted as convergent arrows, are designed to span a genomic region of interest. Sites of open chromatin are highlighted in blue, with qPCR results depicted above. Amplicons that span or are near the boundaries of open chromatin often result in lower relative enrichment due to shearing of DNA fragments, as shown by asterisks. (C) Microarrays. Typically we use highresolution microarrays that tile either regions of interest or the entire genome of an organism with 50 to 70 bp oligonucleotides. (D) High-throughput sequencing technologies can be used to map the DNA fragments back to the reference genome.【Giresi P G, Lieb J D. Isolation of active regulatory elements from eukaryotic chromatin using FAIRE (Formaldehyde Assisted Isolation of Regulatory Elements)[J]. Methods, 2009, 48(3):233-239.】
近年來,FAIRE?與高通量技術結合產生的?FAIRE-Seq?技術,得到了廣泛應用.將ChIP-Seq,DNase-Seq和FAIRE-Seq三種實驗技術聯用,可用于揭示轉錄因子結合位點、核小體分布位置、染色質開放區(qū)域,以及三者之間的關系。三種實驗技術的原理如圖1.4所示.
Comparison of experimental protocols.Experiments to detect different aspects of DNA-binding proteins share many of the same steps; simplified schematics of the main steps are shown. a | Chromatin immunoprecipitation followed by sequencing (ChIP–seq) for DNA-binding proteins such as transcription factors. Recent variations on the standard protocol include using endonuclease digestion instead of sonication (ChIP–exo) to increase the resolution of binding-site detection and to eliminate contaminating DNA, and DNA amplification after ChIP for samples with limited cells. b | ChIP–seq for histone modifications uses micrococcal nuclease (MNase) digestion to fragment DNA and can also now be run on low-quantity samples when combined with the additional post-ChIP amplification. c | DNase–seq relies on digestion by the DNaseI nuclease to identify regions of nucleosome-depleted open chromatin where there are binding sites for all types of factors, but it cannot identify what specific factors are bound. d | Formaldehyde-assisted identification of regulatory elements (FAIRE–seq) similarly identifies nucleosome-depleted regions by extracting fragmented DNA that is not crosslinked to nucleosomes. LinDA, single-tube linear DNA amplification; T7, T7 phage RNA polymerase.【Furey, Terrence S . ChIP–seq and beyond: new and improved methodologies to detect and characterize protein–DNA interactions[J]. Nature Reviews Genetics, 2012, 13(12):840-852.
(楊振平編輯;轉導生物完善)
FAIRE的下游檢測技術,包括熒光定量PCR,DNA芯片、第二代測序技術H2,43,45]下面簡單介紹三種檢測方法的原理及步驟. 首先,應明確覆瓦陣列(Tiling array)的含義.Tiling(tile path)指的是如瓦片一樣覆蓋基因組的探針序列,也可指熒光定量PCR 引物.相對于傳統微陣列技術,TilingArray 的設計思路可以說是無偏向性的。針對所選取的染色質區(qū)域,無任何偏倚地按著一定的間隔規(guī)律、或以序列交疊的方法、或以序列頭尾相接的方式制作成探針.將相鄰探針中心位置之間的距離定義為探針的步長(step或resolution). 熒光定量 PCR 可用于檢測開放染色質位點,也可以用于驗證高通量測序結果的有效性.當設計該實驗時,需要注意以下方面:須恰當地選擇參考對照區(qū)域,精確的引物定位,合適的定量方法]。選擇恰當的參考區(qū)域特別重要,因為在這里我們計算的是相對于其他基因位點的富集程度。對于大多數生物的染色質來說,我們并不確定應該選擇哪些位點作為參考位點,即無法確定“參考的金標準”。即使某些細胞已經有了閉合染色質圖譜的實驗數據,但是或許這些實驗數據只適用于特定生長環(huán)境條件的細胞.研究人員通常會設計相互重疊或者緊密排列的引物序列擴增待檢測的基因區(qū)域,另外還需設計一系列陽性和陰性引物。引物設計是獲得精確的熒光定量 PCR 結果的關鍵, 引物擴增產物大小一般為60~100 bp3,4使用相對Ct值法47來計算每個擴增片段的相對富集倍數[7,43],這里的比值即是FAIRE 樣品信號與未交聯樣品信號的比值,然后全部的比值再用最小值進行歸一化. 對于芯片實驗來說,實驗設計是決定其成功與否的關鍵,也是獲得可靠數據的前提。芯片實驗設計主要應該考慮以下方面:探針類型、分辨率,覆蓋的基因組范圍、芯片平臺選擇等(4,對于 FAIRE 來說,最重要是高分辨率,所謂的分辨率是指一個探針到下一個探針間的基因距離,足夠密集分布的探針才能捕獲FAIRE 收集的DNA片段(200 bp左右)包含的基因組信息,那么探針之間的最小間隔是多少呢?Simon和Lieb等人的文章1451中提到最小值應該選65 bp 或者每個FAIRE DNA片段有三個探針分布.Giresi和Lieb43提到:寡核苷酸探針長度為50~75 bp的Tiling array,探針之間的間隔盡可能地不超過100 bp(這就使得每個FAIRE 位點的探針數目減少至1~2個.當然也可以根據具體的需要恰當地選擇芯片所覆蓋的基因組范圍,如Eeckhoute 文章(中選取了染色質8.11和12來設計探針. DNA芯片的設計和數據分析主要包括以下四個步驟: (1)芯片制備,采用光導原位合成或者微量點樣等方法50,5),將合成的寡核苷酸有序地固定在載體表面,形成儲存有大量信息的高密度DNA 微陣列. (2)使用LM-PCR(連接介導PCR)擴增FAIRE和 INPUT DNAL3.32, (3)用T4DNA聚合酶處理DNA片段,使DNA片段的末端成為平末端,之后用T4 DNA連接酶給DNA片段的末端連上不對稱的接頭,提供對DNA 片段進行PCR擴增的引物結合位點149);最后,用與接頭DNA 互補的引物進行PCR擴增. (4)樣品標記、雜交反應和信號檢測,及數據分析. 大多數尋找峰(peak)的現存算法,都可來識別 FAIRE 富集區(qū)域,由于FAIRE和ChIP-chip實驗數據獲取過程的相似性,這些算法同樣適用于ChIP-chip 數據.Simon等人[45在文章中這里推薦ChIPOTle43或Mixer44。Eeckhoute 等人4使用了MAT算法來處理數據.Giresi等人的文章中詳細說明了ChIPOTle處理FAIRE 數據的過程5,首先計算四次FAIRE 實驗數據的平均值,然后輸入到ChIPOTle3,中.對于多重實驗,要經過Benjamini-Hochberg校正,選取P值小于10的部分 peak.另外,LeelS和 Oberleyl56)等人在文章中提到多種處理陣列設計的特殊問題及可靠的檢測方法。
(楊振平編輯;轉導生物完善)

(1)按生產商說明,制備測序文庫。這里我們推薦100~200?ng的?FAIRE?DNA樣品.首先使用?Agencourt?AMPure?XP?beads?試劑盒進行兩輪純化與回收,然后進行18個循環(huán)的PCR擴增,篩選200-~500bp的DNA建立最終文庫。另外,也可以用TruSeq?kit(Illumina)試劑盒來制備測序文庫。關鍵步驟:保證至少3×10’讀段(reads),才可以確保測序深度和廣度
(2)運用諸如TagDust(的算法,通過適配器過濾去除測序序列,清洗文庫.我們設定錯誤發(fā)現率為0.001,關鍵步驟:在清洗文庫步驟中,估計會過濾掉大概0.1~0.2%的讀段.如果過濾部分高達10%,則說明文庫的質量不達標.
(3)使用FASTX-Toolkit?算法(http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit/) 來評估文庫質量,比如說置信值(confidence?score)),核苷酸分布(nucleotide?distribution).關鍵步驟:相對均一的堿基分布非常重要,在每個讀段中都保證有四種核苷酸。核苷酸的誤用,特殊序列的重復出現和序列質量的不穩(wěn)定性,都有可能導致測序文庫更為復雜以及測序錯誤增加。
(4)使用諸如Bowtie6這樣的算法,將高質量的讀段映射(mapping)到參考基因組上。大都采取默認參數,可允許的比對數量的最大值限定為4.當有多種比對(alignment)結果存在時,Bowtie算法必定會選擇得分最高的比對結果。對于大部分的基因組和實驗來說,大約有75~85%的測序讀設可以被成功比對.
(5)數據可視化以及尋找發(fā)觀相對于背景有明顯富集的檢測區(qū)域(使用ZINB算法(60).
(6)使用IDR算法(6?來評估交聯-折疊相關系數I45].

(楊振平編輯;轉導生物完善)

參考文獻

  • 1、楊振平. 基于FAIRE技術鑒定基因組中轉錄因子結合靶點的研究[D]. 2014.
  • 2、Song L , Zhang Z , Grasfeder L L , et al. Open chromatin defined by DNaseI and FAIRE identifies regulatory elements that shape cell-type identity[J]. Genome Research, 2011, 21(10):1757-1767.
  • 3、Waki H, Nakamura M, Yamauchi T, et al. Global mapping of cell type-specific open chromatin by FAIRE-seq reveals the regulatory role of the NFI family in adipocyte differentiation[J]. Plos Genetics, 2011, 7(10):e1002311.
  • 4、www.lifeomics.com/?p=31164
  • 5、Furey, Terrence S . ChIP–seq and beyond: new and improved methodologies to detect and characterize protein–DNA interactions[J]. Nature Reviews Genetics, 2012, 13(12):840-852.
  • 6、Giresi P G, Lieb J D. Isolation of active regulatory elements from eukaryotic chromatin using FAIRE (Formaldehyde Assisted Isolation of Regulatory Elements)[J]. Methods, 2009, 48(3):233-239.

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